TUBULINA

Lucía Dueñas Prieto

Helena García Corredor

Thierno Diallo Vargas

1ºBiología Sanitaria B

1-Introducción.

La tubulina es una proteína esencial de las células eucariotas que consta de dos subunidades muy similares (alfa y beta). Los dímeros de tubulina se unen longitudinalmente para formar hebras (protofilamentos).  Los microtúbulos junto con filamentos de actina y filamentos intermedios son responsables del ciclo de la organización interna, la forma, la motilidad y la vida de las células eucariotas, así como el transporte intracelular y el posicionamiento de orgánulos.

Todo ello se explicará en detalle en cada una de las partes en las que se ha estructurado el trabajo:

  • Estructura: análisis de las subunidades y estudio de cada uno de sus isotipos.
  • Función biológica: función de la proteína derivada de la formación de microtúbulos, destacando la división celular.
  • Implicaciones biomédicas: mutaciones en la proteína causantes de enfermedades.
  • Evolución: acontecimientos y cambios en la estructura de la proteína hasta la que conocemos en la actualidad.

2-Estructura.

2.1-Estructura de la tubulina:

La tubulina es el componente principal de los microtúbulos. Es una proteína de 100 kDa cuya secuencia está muy conservada en todos los organismos eucariotas, mientras que en bacterias, la proteína FtsZ, (componente esencial del divisoma), es estructuralmente homóloga a la eucariota. Sin embargo, la homología de las secuencias existente entre ambas proteínas. (30)(31)(32)

La molécula de tubulina está compuesta por dos monómeros: alfa y beta, que son muy similares en su compacta estructura. Cada monómero contiene alrededor de 450 aminoácidos y un nucleótido de guanina.

Las secuencias de los monómeros alfa y beta son 40% idénticas y sus estructuras tridimensionales son muy similares. Ambas subunidades, alfa y beta, están formadas por dos láminas beta de 6 y 4 cadenas, respectivamente, rodeadas por 12 hélices alfa. (33)

La estructura de cada monómero se puede dividir en tres dominios. Cada uno de ellos se compone tanto de estructura de hélices α como de cadenas β y desarrollan al menos 5 funciones diferentes participando en la estabilidad del heterodímero, interacciones longitudinales y laterales del protofilamento, intercambio de nucleótidos e hidrólisis, y las interacciones proteína-microtúbulos.

  • El dominio N- terminal, incluye los primeros 205 residuos y adopta un plegamiento de tipo Rossman (típico de proteínas que unen nucleótido), donde las cadenas beta paralelas alternan con hélices alfa.  Está formado por seis cadenas β paralelas que se alternan con hélices.
  • El dominio intermedio, que comprende los residuos 206-381, está compuesto de una lámina beta rodeada por cinco hélices. Los dominios intermedios permiten las interacciones necesarias para la estabilidad tanto entre los propios monómeros dentro del heterodímero como para la del propio microtúbulo. Otros residuos del dominio intermedio interaccionarán con dominios N- terminal adyacentes para participar en los reordenamientos estructurales
  • El dominio C-terminal está formado por dos largas hélices alfa antiparalelas, superpuestas sobre los dominios N-terminal e intermedio. Contiene importantes residuos para la estabilidad de los protofilamentos, por lo que su función está relacionada con la unión de proteínas asociadas a microtúbulos (MAPs) y proteínas motoras. (35)(36)
Dominios y tipos de la tubulina.

2.1.1-Tipos de tubulina:

Existen otras muchas formas de tubulina como γ, δ, ε, ζ, η, θ, ι, y κ, z, probablemente se descubran más. Estas tubulinas, junto con α y β, generalmente se agrupan como la superfamilia de las tubulinas. Sin embargo, son 6 los miembros funcionales que forman parte de esta superfamilia en los organismos eucariotas:

  • α y β-tubulina polimerizan para formar los microtúbulos; γ nuclean los microtúbulos a partir del anillo de gamma tubulina.
  • δ y ε se asocian con los centriolos y/o cuerpos basales de cilios.
  • El sexto componente es z, último miembro caracterizado de esta superfamilia.

2.2-Isotipos de tubulina:

La tubulina es una proteína formada por un heterodímero α, β. Las secuencias de aminoácidos de los péptidos de tubulinas α y β obtenidos del cerebro de cerdo mostraron que las muchas de las secuencias eran las mismas, lo que indicaba que hay varias formas de α y β-tubulinas, codificadas además por diferentes genes. (9)(10)(11)(12)

Estas diferentes proteínas se denominan isotipos, las cuales son proteínas que pertenecen a la misma familia pero que son codificadas por genes diferentes y con diferentes secuencias de aminoácidos.

2.2.1-Funciones de los distintos isotipos:

Cada isotipo tiene funciones distintas: algunas participan formando el axonema en la tráquea o participan en la mitosis. Además, cada uno de los isotipos influyen en la dinámica y formación del microtúbulo.(14)

Los isotipos no pueden ser intercambiados entre sí debido a su estructura. En algunas ocasiones, la distribución de los isotipos parecen ser diferentes dentro de una misma célula. Las distribuciones de los
isotipos parecen diferir dentro de la misma célula.

2.2.2-Estructura de los isotipos:

La comparación de las secuencias de aminoácidos de los isotipos muestra el hecho de que, normalmente, las diferencias entre los isotipos se deben a las diferentes secuencias en los extremos C-terminal, por lo que esta región es de gran importancia. (Como el extremo C- terminal es muy negativo, las cargas negativas se repelen y se orientan expulsados hacia fuera desde el dímero de tubulina. Por esto, el C-terminal sirve como señal para otras proteínas que se relacionan con el microtúbulo y que ayudan a determinar la función de cada isotipo de estas tubulinas). (15)(16)(17)

Los isotipos de tubulina son diferentes entre sí en otros lugares además de su C-terminal.

Los diferentes isotipos beta (β) pueden ser:

  • El isotipo βI: es el más extendido de todos, y se encuentra en la mayoría de tejidos de los mamíferos que han sido examinados.
  • El isotipo de tubulina βII : es el mejor estudiado, aunque se sabe poco acerca de la función que lleva acabo. Se piensa que  puede jugar un papel en la organización de la membrana nuclear durante la mitosis. Se encuentra principalmente en el cerebro y el músculo.
  • El isotipo βIII, se encuentra principalmente en neuronas, o el testículo (como las células de Sertolli) (18 – 27)
  Dónde se encuentra Gen
βI Tejidos de mamíferos TUBB
βII Cerebro y músculo TUBB2A/B
βIII Neuronas y testículo TUBB3

Sin embargo, no se sabe mucho acerca de las funciones de los isotipos de tipo alfa (α, en ratones). Su distribución en los tejidos es más sencilla, comparándolas con las de los isotipos beta.

  • La tubulina α1 (1A en humanos) se encuentra principalmente en tejidos del cerebro
  • La tubulina α2 (1B) es muy similar a la 1. Se encuentra muy extendida entre los tejidos.
  • La α3/7 (3D) se encuentra sólo en el testículo.
  • La α4 (4A) se encuentra presente en un gran número de tejidos, pero particularmente en el músculo y el corazón.
  • La α8 (8) es distinta a las demás, su secuencia es bastante diferente a la de los demás isotipos α. Se encuentra en el corazón, testículo y músculo esquelético, y en el cerebro y el páncreas, aunque en poca cantidad. (18)(28)(29)
Ratones Humanos Dónde se encuentra Gen
α1 1A Cerebro TUBA1A
α2 1B Muy extendida entre tejidos TUBA1B
α3 3D Testículo TUBA3D
α4 4A Músculo y corazón TUBA4A
α7 3D Testículo TUBA3D
α8 8 Corazón, testículo, musculo esquelético, cerebro y pancreas. TUBA8

3-Funciones Biológicas.

La tubulina es el componente principal de los microtúbulos. La secuencia de esta proteína se encuentra muy conservada en todos los organismos eucariotas. En procariotas, la proteína FtsZ es estructuralmente homóloga a la tubulina eucariótica.

La principal función de la tubulina es la formación de los microtúbulos, por lo que muchas de las funciones de la proteína, van a derivar de las funciones de los microtúbulos.

3.1-Tubulina como componente principal de los microtúbulos .

Estructura del microtúbulo.

Los microtubulos, son los elementos más gruesos del citoesqueleto. Están formados por dímeros de tubulina α y β. Las otras formas de tubulina ya comentadas, también  forman una pequeña parte de estos .

Las parejas de α y β tubulina se unen mediante enlaces no covalentes, formando los protofilamentos (13). Los protofilamentos tienen una polaridad estructural: la α tubulina siempre formará un extremo del protofilamento (extremo -) y la β el otro (extremo +). En los microtúbulos, hay periodos de adición, y periodos de eliminación, lo que se conoce como polimerización y despolimerización. El extremo +, es el lugar preferente del crecimiento de microtúbulos, mientras que en el extremo -, predominan los periodos de despolimerización. Esto es lo que conocemos como inestabilidad dinámica.(1)

3.1.1-Polimerización y Despolimerización.

Polimerización y despolimerización.

Debido a la polimerización y despolimerización, podemos encontrar tubulina libre en el citosol, y tubulina formando parte de los microtúbulos. Los dimeros de tubulina libres en el citosol, están unidos a dos moléculas de GTP, que se unen a la subunidad α y a la β respectivamente. Cuando este dímero se une a un microtúbulo, se produce una hidrólisis de GTP a ADP de la subunidad β. Si la velocidad de unión de los dímeros es mayor que la hidrólisis de GTP, se acumulará GTP, formando la caperuza de GTPs, estructura que hace más estable al extremo +, por lo que en este extremo crecerá.

En el caso contrario, si la velocidad de hidrólisis de GTP es mayor que la velocidad de polimerización, entonces en el extremo + en vez de haber dímeros de tubulina-GTP, habrá dímeros de tubulina GDP, que causará una unión más débil entre los protofilamentos, puediendo separarse y dando lugar a una despolimerización masiva.

Los microtúbulos, tienen proteínas asociadas, que se encargan de controlar su polimerización y despolimerización. Las podemos clasificar, según su efecto sobre los microtúbulos:

  • Estabilizadoras: Promueven la polimerización o disminuyen la despolimerización.
  • Desestabilizadoras: Impiden la polimerización y favorecen la despolamerización.
  • Protectoras de extremos: Se unen a ellos, e impiden la polimerización y la despolimerización .
  • Las que establecen puentes con otras estructuras: Se asocian a los microtúbulos lateralmente.

Estas, también se pueden categorizar atendiendo a la parte del microtúbulo que se unan. Pueden unirse a las paredes, como Tau, MAP2, Map4. Las que se unen al extremo +, y las que se unen al extremo -. (1)(2)(7)(8)

3.2-División Celular.

Como hemos expuesto anteriormente, la tubulina es el componente principal de los microtúbulos, por lo que sus funciones van a derivar de esta. La función principal de los  microtúbulos, es el papel esencial que juegan en la división celular,  ya que colocan a los cromosomas correctamente durante la mitosis. (3)(6)

Microtúbulos en división celular.

Los microtúbulos se muestran en rojo y el ADN en azul. En la imagen a, que corresponde a la prometafase podemos ver que los cromosomas están condensados y los microtúbulos recorren el citoplasma en busca de los cromosomas. En la imagen b, correspondiente a la metafase, los cromosomas, se reúnen en el ecuador de la célula, formando la placa metafásica.. En c, que es la anafase, los cromosomas se separan en sus dos cromátidas y se van hacia los polos de la célula. En d, telofase, la célula da lugar a dos células hija (5)

4-Implicaciones Biomédicas. Mutaciones y enfermedades asociadas.

4.1-Base funcional de las mutaciones en los genes de tubulina.

Una serie de trastornos del neurodesarrollo están relacionados con mutaciones en los genes de tubulina. Los mecanismos por los cuales estas mutaciones conducen patología no se entienden completamente en la mayoría de los casos; sin embargo, en general, parece que alteran la función de la propia molécula de tubulina (37).

Los aspectos funcionales que se ven modificados a causa de estas alteraciones son (38):

  • 1) Errores en la interacción entre los monómeros de tubulina entre sí durante la formación de los heterodímeros o con otros dímeros durante la construcción de los protofilamentos.
  • 2) Fallos en la unión a GTP/GDP y a MAPs que cambiaran la propiedad dinámica de los microtúbulos.
  • 3) Disminución de la afinidad por las proteínas motoras necesaria para el mantenimiento y orientación axonal.
  • 4) Cambios en las respuestas a las señales ambientales que determinan la polaridad del microtúbulo y la dirección del crecimiento axonal.

Sin embargo, son muchas las incógnitas que quedan por solucionar con respecto a cómo las mutaciones en α- y β-tubulina dan lugar a tan amplio espectro de trastornos neurológicos y tan severas malformaciones estructurales del cerebro humano. No obstante, existe evidencia de que son capaces de alterar las propiedades dinámicas y las funciones de los microtúbulos de varias maneras.

Ahora estudiaremos las mutaciones en los genes que dan lugar a alteraciones en los tipos de tubulinas.

4.1.1-Mutaciones en TUBA1A.

Aunque varios isotipos de α-tubulina se expresan en el cerebro de los mamíferos, la tubulina codificada por TUBA1A (α1-tubulina) es especialmente abundante en el tejido cerebral y mutaciones en este gen desencadenan, además de microcefalia y como consecuencia discapacidad intelectual, alteraciones motoras graves y convulsiones.

Las mutaciones en el gen TUBA1A han sido estudiadas para determinar con exactitud el mecanismo molecular responsable de la patología, y se ha encontrado a diferentes niveles (39):

  • Interacción defectuosa con prefoldina.
  • Una reducción de la eficiencia en la generación de los intermedios de plegamiento como resultado de una interacción ineficiente con la chaperonina citosólica.
  • Un fallo en la interacción con TBCB (una de las cinco chaperonas específicas de tubulina que actúan en la ruta poschaperonina).

4.1.2-Mutaciones en TUBA8.

Se ha descrito recientemente una mutación en el gen de tubulina TUBA8 que da lugar a un síndrome autosómico caracterizado por una polimicrogiria (malformaciones de la corteza cerebral) generalizada en asociación con desarrollo incompleto del nervio óptico.

El TUBA8 es un caso atípico evolutivamente dentro de la familia de las tubulinas (155) ya que curiosamente sus dos regiones más divergentes de la secuencia se han visto en los otros miembros de la familia que son susceptibles a modificaciones postraduccionales importantes para el desarrollo neurológico.

No obstante, la localización del gen TUBA8 es digna de mención puesto que es el gen más próximo a la secuencia repetitiva cuya delección es responsable del “Síndrome de DiGeorge”. Además, cabe destacar que una pequeña proporción de niños con este síndrome presentan además polimicrogiria hecho que hace pensar que la posición de TUBA8 está relacionada con la asociación entre el Síndrome de DiGeorge y la polimicrogiria (40).

Estudios del patrón de expresión de TUBA8 en el cerebro humano en desarrollo han vislumbrado que se expresa ampliamente en el desarrollo de las estructuras cerebrales. De hecho, se ha observado que tanto TUBA8 como TUBB2B se expresan en las neuronas corticales postmitóticas de la placa cortical y placa de conexión cerebral, lo que hace pensar que TUBA8 tiene un papel en la migración neuronal de las neuronas de la capa más profunda y su organización cortical (41).

4.1.3-Mutaciones en TUBB3.

Las mutaciones en TUBB3 dan lugar a un variado espectro de malformaciones neurológicas y discapacidades cognitivas, algunos de ellos segregados a partir de determinadas sustituciones de aminoácidos (42)(43). Se observan dos grupos de mutaciones:

En el primer grupo de mutaciones, se han observado sustituciones en ocho aminoácidos en diferentes casos que dan como resultado un síndrome de fibrosis congénita de los músculos extraoculares, denominado CFEOM (Congenital Fibrosis of the Extraocular Muscles) una disfunción completa o parcial del nervio motor ocular común junto con una atrofia de los músculos inervados por éste (44). Se trata de un trastorno congénito en el que el mal desarrollo de los axones de los nervios craneales conduce a la ptosis (párpados caídos) y a movimientos oculares restringidos (45).

Un conjunto de mutaciones en este gen, por otro lado, cursan además con una debilidad facial, intelectual y discapacidades sociales y sensorimotoras con una progresiva neuropatía periférica.

El segundo grupo de mutaciones, en TUBB3 incluye seis sustituciones de aminoácidos que generan un espectro de displasias corticales colectivamente denominadas malformaciones del desarrollo cortical. Estos pacientes con MCD tienen discapacidades intelectuales y motoras y pueden además tener estrabismo comitante (desviación de los ejes oculares y alteración de la visión binocular), pero no padecen CFEOM.

4.1.4-Mutaciones en TUBB2B.

Ocho sustituciones de aminoácidos en TUBB2B, que está altamente expresado en las neuronas y glía, se han reportado como las causantes de defectos en el plegamiento de las tubulinas. En estos casos aparece una completa alteración de la migración neuronal durante el desarrollo y defectos en la glía radial (la glía radial es la célula bipolar que abarca todo el ancho de la corteza en el desarrollo del sistema nervioso central).

El resultado de este defecto es la evolución cerebral hacia la polimicrogiria, que suele predominar en estos niños en los lóbulos frontales y temporales bilateralmente y de forma asimétrica. Los sujetos con dichas alteraciones continúan presentando un cuadro de microcefalia, discapacidad intelectual y motora junto con convulsiones. Se han asociado estas mutaciones con niveles reducidos de TUBB2B, lo que sugiere que esta tubulina puede ser esencial para la migración

4.2-Implicación de la tubulina en trastornos neurológicos.

La organización del cerebro de los mamíferos depende de acontecimientos relacionados con una extensa migración neuronal durante el desarrollo embrionario (46).

Estos eventos de migración están influenciados por el espectro de genes que codifican las tubulinas, que forman microtúbulos, y que son las que van a regular el avance de la neurita dominante, la translocación del núcleo y la retracción del proceso final. Cada vez está más claro que la migración nuclear y extensión del cono de crecimiento son componentes clave de la migración neuronal y que ambos son dependientes de una red dinámica de microtúbulos (47).

Por lo tanto, no es sorprendente que las mutaciones en estos genes den lugar a una serie de enfermedades del desarrollo neurológico que se caracteriza por malformaciones en los pliegues cerebrales que se forman durante ese proceso (39). En la mayoría de los casos, hay profundas discapacidades acompañantes, como retraso mental severo, epilepsia y defectos motores que van de leves a graves (38).

La lisencefalia y la polimicrogiria son dichas alteraciones estructurales cerebrales resultado de la migración neuronal defectuosa de la corteza que pueden ir asociadas con la perdida de la inervación nerviosa de algunos nervios a nivel periférico como consecuencia de una orientación y mantenimiento axonal anormal. (48)

  • La lisencefalia: (mutación en TUBA1A) supone una malformación cerebral caracterizada por microcefalia y ausencia de las circunvoluciones que da lugar a un cerebro estructuralmente liso.
Imagen relacionada
(52)
  • La polimicrogiria: (mutación en TUBB2B) es una malformación de la corteza cerebral en la que el patrón de pliegues habitual se sustituye por pequeños y numerosos repliegues, separados por surcos y fusionados inferiormente, y cuya corteza, que normalmente se compone de seis capas bien estructuradas, es sustituida por una de cuatro o se desestratifica por completo.
Imagen relacionada
(53)

A nivel molecular esto responde a los mecanismos que ya hemos visto que van a estar modificados, ya sea la formación incompleta de los heterodímeros de tubulina, alteraciones en la polimerización del microtúbulo, interacciones alteradas entre las MAP o las proteínas motoras y los microtúbulos, daño en el transporte axonal o los cambios en las propiedades dinámicas intrínsecas de los microtúbulos (38).

4.2.1Alzheimer, proteína Tau, y la tubulina.

Las neuronas especializadas en conducir impulsos nerviosos poseen una única prolongación a partir del soma que recibe el nombre de axón.

A lo interno del axón, dispuesta de forma longitudinal, se encuentra una estructura conocida como citoesqueleto; que participa en las funciones de transporte de nutrientes y mantenimiento de la integridad neuronal. Esta infraestructura posee tres componentes principales: neurofilamentos, microfilamentos y microtúbulos y, en particular, los microtúbulos están formados por alfa y beta tubulina.

Asociada a los microtúbulos se presenta la proteína Tau, que forma parte importante del citoesqueleto en neuronas; estabilizando microtúbulos, manteniendo la forma celular y como via de transporte axonal.

No obstante, la proteína tau mutada es el principal constituyente de los ovillos neurofibrilares y, la consecuencia directa de estos ovillos es la desestabilización de la estructura de los microtúbulos, pues tau deja de cumplir sus funciones.  En consecuencia, los ovillos neurofibrilares son una de las características histológicas más importantes de la enfermedad del Alzheimer, junto con las placas seniles.

Resultado de imagen de microtúbulos y neuronas
Microtúbulos en neuronas. (54)
Resultado de imagen de placas seniles
(55)

4.3– Implicación de la tubulina en diversas enfermedades.

4.3.1-Fasciolosis.

La fasciolosis es una zoonosis producida por el trematodo Fasciola hepatica afectando a herbívoros rumiantes y el hombre. El diagnóstico de certeza de la fascioliasis humana se basa en el hallazgo de los huevos del parásito en las heces o en el fluido duodenal del individuo parasitado.

La fascioliasis se puede presentar de forma aguda, latente o crónica. En cuanto a las manifestaciones clinicas, dependen de la forma en la que se presente la enfermedad (49):

  • La forma aguda está asociada con la tríada de fiebre, hepatomegalia y eosinofilia.
  • La forma latente se puede comportar de forma asintomática; en ocasiones pueden aparecer escasas manifestaciones gastrointestinales.
  • La fase crónica sintomática se caracteriza por cólico biliar, ictericia, colangitis, pancreatitis y fibrosis hepática.

Ante una fasciolosis generalmente se utiliza triclabendazole, un benzimidazol metilcarbamato halogenado. El mecanismo de acción de los benzimidazoles antihelmínticos se basa en su unión a la β tubulina del helminto con la consecuente despolimerización de sus microtúbulos provocándole la pérdida de función, el desprendimiento y la muerte del parásito.

4.3.2-La Tubulina y el cáncer.

Los microtúbulos son componentes altamente dinámicos del citoesqueleto de la célula eucariota que participan en procesos esenciales tales como la división celular, morfología y polaridad celular, transporte intracelular y motilidad. Son estructuras tubulares formadas por moléculas de tubulina, cada una de las cuales es un dímero que consta de dos proteínas globulares llamadas α-tubulina y β-tubulina. De este modo, alteraciones en la tubulina provocan una aceleración en el proceso de mitosis, que radica en el descontrol divisorio celular.

Por tanto, a nivel experimental, en investigaciones de biología celular, y a nivel clínico, en la terapia del cáncer, se estudian moléculas que interfieran en la dinámica de los microtúbulos (50)

Sin embargo, hasta la fecha solo se conocen cinco compuestos que actúan sobre la alfa tubulina, impidiendo el proceso de división incontrolada de las células cancerígenas. Sin embargo, sus estructuras son relativamente complejas desde el punto de vista químico y lo que se pretende es conseguir compuestos con estructuras más simples a fin de hacerlos más rentables y efectivos.

Contar con fármacos que actúen sobre la alfa tubulina abriría nuevas posibilidades a la hora de tratar tumores sobre los que no son efectivos aquéllos dirigidos a la beta tubulina.

Por otra parte, la simplificación estructural de los compuestos posibilitaría mantener los elementos que generan la acción biológica deseada y eliminar los restantes, de forma que se conseguiría una acción más directa y efectiva.

No obstante, el objetivo final es la preparación de compuestos que actúen simultáneamente sobre la alfa y la beta tubulina, lo que supondría un nuevo tipo de fármacos que abriría todo un campo de posibilidades en la lucha contra el cáncer. (51)

5-Evolución.

La existencia de isotipos de tubulina se había predicho en 1967 cuando Behnke y Forer sugirieron que en vista de la diferente estabilidad de los microtúbulos que realizan diferentes funciones deberían existir diferentes formas de tubulina. Esta propuesta fue posteriormente desarrollada dando lugar a la hipótesis de la multitubulina, que proponía la existencia de tales isotipos, cada una de ellas responsable de una función específica. Esta hipótesis es fundamentalmente correcta, pero no todos los isotipos pueden explicarse de esta manera

Las secuencias de aminoácidos de α y β-tubulinas se determinaron por primera vez en 1981 y encontraron una coincidencia del 41% entre ellas, ya que los dominios N- terminal no tienen tantas variaciones, es decir se ha conservado mejor que el dominio C-terminal.  En general es una proteína que no presenta grandes mutaciones respecto a la original debido a las limitaciones estructurales del ensamblaje y desensamblaje de los microtúbulos. Aquellas mutaciones que se conservan son funcionalmente ventajosas.Fue en este trabajo donde se confirma la existencia de diferentes tipos de tubulinas.

Se conoce, además, que z y δ son evolutivamente intercambiables, por lo que, aunque los seres humanos carecen de la tubulina z, tienen δ tubulina. De hecho, esta aparente intercambiabilidad evolutiva puede reflejar el solapamiento funcional de estas dos tubulinas.

Las diferencias entre los isotipos de tubulina han sido ampliamente conservadas entre los vertebrados. Este hecho apoya la idea de que tales diferencias pueden resultan importantes. La distribución de estos isotipos en los diferentes tejidos también es diferente, es decir, la expresión de los isotipos en una célula es distinta en función del tejido del que vaya a formar parte.

El isotipo βI está altamente conservado en la evolución: aunque la línea aviar y la de mamíferos divergieron hace más de 300 millones de años, se ha encontrado que las secuencias de pollo y de ratón son idénticos en los 444 residuos de βI.

5.1-Evolución en bacterias.

La opinión de que el citoesqueleto era una característica única de los eucariotas fue anulada hace unos 20 años, por el descubrimiento de que las bacterias poseen homólogos de ambos tubulina y actina.

La combinación de la bioinformática, datos estructurales y de imágenes de células ha consolidado la idea de que ambas bacterias y arqueas tienen citoesqueletos activos y dinámicos. Sin embargo, los componentes de este dentro de las procariotas y las eucariotas no son iguales.

La primera evidencia de un homologo bacteriano de la tubulina vino con el hallazgo de que FtsZ, una proteína de división celular esencial de E. Coli.  Posee una secuencia de siete residuos conservados casi idénticos a un dominio N- terminal, lo que es propio de la tubulina.

Resultado de imagen de ftsz y tubulina
FtsZ (56)

A  pesar de que las relaciones evolutivas son tan distantes que no se pueden inferir analogías a partir de las secuencias de aminoácidos, la similitud de la estructura tridimendional, las funciones en el mantenimiento de la forma y en la polaridad de las células proporcionan pruebas sólidas de que los citoesqueletos eucariotas y procariotas son realmente homólogos.

Además, las procariotas poseen otras proteínas como MerB, ParM, Crescentina o proteínas WACA.

5.2-Árbol Filogenético.

Las tubulinas α, β y γ se conservan en todos los eucariotas, mientras que δ y ε se conservan en muchos, pero no todos, y aún hay que profundizar más en su función. Se ha descubierto recientemente la existencia de una asociación entre z, δ y ε denominada módulo ZED que se ha conservado evolutivamente. Esto es, aquellos organismos que no tienen tubulina ε también carecerán de δ, y si poseen tubulina ε también contarán con tubulina δ. Se conoce, además, que z y δ son evolutivamente intercambiables, por lo que, aunque los seres humanos carecen de la tubulina z, tienen δ tubulina. De hecho, esta aparente intercambiabilidad evolutiva puede reflejar el solapamiento funcional de estas dos tubulinas.

Árbol filogenético de tubulinas relacionadas en organismos eucariotas basado en el programa de
alineamiento de secuencia múltiple Clustal Omeg

6-Bibliografía.

Trabajos de Fin de Grado:

Autor: Rubén Martínez Buey.

3-Lee, J. C. y Timasheff, S. N. (1975). The reconstitution of microtubules from purified calf brain tubulin. Biochemistry 14, 5183-5187

5-Jordan, M. A. y Wilson, L. (2004). Microtubules as a target for anticancer drugs. Nat Rev Cancer 4, 253-265.

6-Hyams, J. S. y Lloyd, C. W. (1993). Microtubules. Modern Cell Biology Wiley Liss. Hyman, A. A., Salser, S., Drechsel, D. N., Unwin, N. y Mitchison, T. J. (1992). Role of GTP hydrolysis in microtubule dynamics: information from a slowly hydrolyzable analogue, GMPCPP. Mol Biol Cell 3, 1155-1167.

30-Krauhs, E., Little, M., Kempf, T., Hofer-Warbinek, R., Ade, W. y Ponstingl, H. (1981). Complete amino acid sequence of beta-tubulin from porcine brain. Proc Natl Acad Sci U S A 78, 4156-4160.

31-Burns, R. G. y Surridge, C. (1990). Analysis of beta-tubulin sequences reveals highly conserved, coordinated amino acid substitutions. Evidence that these ‘hot spots’ are directly involved in the conformational change required for dynamic instability. FEBS Lett 271, 1-8.

32-Lowe, J. y Amos, L. A. (1998). Crystal structure of the bacterial cell-division protein FtsZ. Nature 391, 203-206.

33-Nogales, E., Downing, K. H., Amos, L. A. y Lowe, J. (1998a). Tubulin and FtsZ form adistinct family of GTPases. Nat Struct Biol 5, 451-458.

34-Jenkins, C., Samudrala, R., Anderson, I., Hedlund, B. P., Petroni, G., Michailova, N.,Pinel, N., Overbeek, R., Rosati, G. y Staley, J. T. (2002). Genes for the cytoskeletalprotein tubulin in the bacterial genus Prosthecobacter. Proc Natl Acad Sci U S A99, 17049-17054.

35-Schlieper, D., Oliva, M. A., Andreu, J. M. y Lowe, J. (2005). Structure of bacterialtubulin BtubA/B: Evidence for horizontal gene transfer. Proc Natl Acad Sci U S A.

36- Volz, K. (1999). A test case for structure-based functional assignment: the 1.2 Acrystal structure of the yjgF gene product from Escherichia coli. Protein Sci 8,2428-2437.

Autor: Dña. Silvia Viñas Domínguez.

1-B. Alberts, A. Johnson, J. Lewis, M. Raff, K. Roberts, and P. Walter. John Boyle. Molecular Biology of the Cell. 5a Ed. Garland Science; November 16, 2008.

2-Zhang R, Alushin GM, Brown A, Nogales E. Mechanistic Origin of Microtubule Dynamic Instability and Its Modulation by EB Proteins. Cell. 2015 Aug 13;162(4):849-59.

7-Mitchison T, Kirschner M. Dynamic instability of microtubule growth. Nature 1984;312:237–242

8-Carlier MF, Hill T, Chen YD. Interference of GTP hydrolysis in the mechanism of microtubule assembly: an experimental study. Proc Nat Acad Sci USA 1984;81:771– 775.

9-Bryan J, Wilson L. Are cytoplasmic microtubules heteropolymers? Proc Nat Acad Sci USA. 1971;68:1762–1766.

10-Ludueña RF, Shooter EM, Wilson L. Structure of the tubulin dimer. J Biol Chem 1977;252:7006–7014.

11-Ponstingl H, Krauhs E, Little M, Kempf T. Complete amino acid sequence of α-tubulin from porcine brain. Proc Nat Acad Sci USA 1981;78:2757–2761.

12-Krauhs E, Little M, Kempf T, Hofer-Warbinek R, Ade W, Ponstingl H. Complete amino acid sequence of β-tubulin from porcine brain. Proc Nat Acad Sci USA 1981;78:4156– 4160.

13-Erin Turk, Airon A. Wills, Taejoon Kwon, Jakub Sedzinski, John B. Wallingford, Tim Stearns. Zeta-Tubulin Is a Member of a Conserved Tubulin Module and Is a Component of the Centriolar Basal Foot in Multiciliated Cells. Curr Biol. 2015 Aug 17;25(16):2177- 83.

14-Tito Fojo, MD, PhD, editors. The role of microtubules in cell biology, neurobiology, and oncology. 1a ed. Bethesda: Humana Press; 2008.

15-Littauer UZ, Giveon D, Thierauf M, Ginzburg I, Ponstingl H. Common and distinct tubulin binding sites for microtubule-associated proteins. Proc Nat Acad Sci USA 1986;83:7162– 7166.

16-Fujii T, Koizumi Y. Identification of the binding region of basic calponin on α- and β- tubulins. J Biochem 1999;125:869–875.

17-Karabay A, Walker RA. Identification of Ncd tail domain-binding sites on the tubulin dimer. Biochem Biophys Res Commun 2003;305:523–528.

18-Ludueña RF. The multiple forms of tubulin: different gene products and covalent modifications. Int Rev Cytol 1998;178:207–275.

19-Roach MC, Boucher VL, Walss C, Ravdin PM, Ludueña RF. Preparation of a monoclonal antibody specific for the class I isotype of β-tubulin. The βisotypes of tubulin differ in their cellular distributions within human tissues. Cell Motil Cytoskeleton 1998;39:273– 285.

20-Wang D, Villasante A, Lewis SA, Cowan NJ. The mammalian β-tubulin repertoire:hematopoietic expression of a novel heterologous β-tubulin isotype. J Cell Biol 1986;103:1903–1910.

21-Lewis SA, Lee MGS, Cowan NJ. Five mouse tubulin isotypes and their regulated expression during development. J Cell Biol 1985;101:852–861.

22-Monteiro MJ, Cleveland DW. Sequence of chicken cβ7 tubulin. Analysis of a complete set of vertebrate β-tubulin isotypes. J Mol Biol 1988;199:439–446.

23-Yeh I-T, Ludueña RF. The βII isotype of tubulin is present in the cell nuclei of a variety of cancers. Cell Motil Cytoskeleton 2004;57:96–106.

24-Arai K, Shibutani M, Matsuda H. Distribution of the class II β-tubulin in developmental and adult rat tissues. Cell Motil Cytoskeleton 2002;52:174–182.

25-Dozier JH, Hiser L, Davis JA, et al. βclass II tubulin predominates in normal and tumor breast tissues. Breast Cancer Res 2003;5:R157–R169.

26-Woo K, Jensen-Smith HC, Ludueña RF, Hallworth R. Differential expression of βtubulin isotypes in gerbil nasal epithelia. Cell Tissue Res 2002;309:331–335.

27-Sullivan KF, Cleveland DW. Sequence of a highly divergent βtubulin gene reveals regional heterogeneity in the βtubulin polypeptide. J Cell Biol 1984;99:1754–1760.

28-Miller FD, Naus CC, Durand M, Bloom FE, Milner RJ. Isotypes of α-tubulin are differentially regulated during neuronal maturation. J Cell Biol 1987;105:3065–3073.

29-Przyborski SA, Cambray-Deakin MA. Developmental regulation of α-tubulin mRNAs during the differentiation of cultured cerebellar granule cells. Mol Brain Res 1996;36:179–183.

37-Tischfield, M.A., G.Y. Cederquist, M.L. Gupta Jr., and E.C. Engle. 2011. Phenotypic spectrum of the tubulin-related disorders and functional implications of disease- causing mutations. Curr. Opin. Genet. Dev.21:286–294.

38-Scott T. Brady, George J. Siegel, Robert Wayne Albers. Basic Neurochemistry: Principles of Molecular, Cellular and Medical Neurobiology. 8a ed. Elsevier; 2012.

39-Tian G1, Jaglin XH, Keays DA, Francis F, Chelly J, Cowan NJ. Disease-associated mutations in TUBA1A result in a spectrum of defects in the tubulin folding and heterodimer assembly pathway. Hum Mol Genet. 2010 Sep 15;19(18):3599-613.

40-Robin, N.H., Taylor, C.J., McDonald-McGinn, D.M., Zackai, E.H., Bingham, P., Collins, K.J., Earl, D., Gill, D., Granata, T., Guerrini, R., et al. (2006). Polymicrogyria and deletion 22q11.2 syndrome: window to the etiology of a common cortical malformation. Am. J. Med. Genet. A.140, 2416–2425.

41-Jaglin, X.H., Poirier, K., Saillour, Y., Buhler, E., Tian, G., BahiBuisson, N., Fallet-Bianco, C., Phan-Dinh-Tuy, F., Kong, X.P., Bomont, P., et al. (2009). Mutations in the beta- tubulin gene TUBB2B result in asymmetrical polymicrogyria. Nat. Genet. 41, 746–752.

42-Tischfield MA, Baris HN, Wu C, Rudolph G, Van Maldergem L, He W, Chan WM, Andrews C, Demer JL, Robertson RL, et al. Human TUBB3 mutations perturb microtubule dynamics, kinesin interactions, and axon guidance. Cell. 2010; 140:74–87. [PubMed: 20074521].

43-Poirier K, Saillour Y, Bahi-Buisson N, Jaglin XH, Fallet-Bianco C, Nabbout R, Castelnau- Ptakhine L, Roubertie A, Attie-Bitach T, Desguerre I, et al. Mutations in the neuronal ss- tubulin subunit TUBB3 result in malformation of cortical development and neuronal migration defects. Hum Mol Genet. 2010; 19:4462–4473. [PubMed: 20829227].

44-Boston Childrens’ Hospital [homepage en Internet]. Longwood Avenue, Boston: Boston Children’s Hospital HIM Department [actualizada January 18 2016; consultada 25 Enero 2016]. Disponible en: childrenshospital.org

45-Demer, J.L., Clark, R., Tischfield, M.A. and Engle, E.C. (2010) Magnetic Resonance Imaging Evidence Of an Asymmetrical Endophenotype in Congenital Fibrosis of Extraocular Muscles Type 3 Resulting from TUBB3 Mutations.Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 51, 4600– 4611.

46-Ayala, R., Shu, T. and Tsai, L.H. (2007) Trekking across the brain: the journey of neuronal migration. Cell, 128, 29–43

47-Vallee, R.B., Seale, G.E. and Tsai, J.W. (2009) Emerging roles for myosin II and cytoplasmic dynein in migrating neurons and growth cones.Trends Cell Biol., 19, 347– 355.

48-Barkovich, A.J., Kuzniecky, R.I., Jackson, G.D., Guerrini, R., and Dobyns, W.B. (2005). A developmental and genetic classification for malformations of cortical development. Neurology65, 1873–1887.

Otros páginas:

49- https://www.redalyc.org/pdf/1791/179116775005.pdf

50- https://genotipia.com/genetica_medica_news/optofarmacologia/

51– https://riull.ull.es/xmlui/bitstream/handle/915/9560/Farmacos%20contra%20microtubulos.pdf?sequence=1

52https://bashny.net/t/es/310707

53- https://psicologiaymente.com/clinica/polimicrogiria

54- http://axxon.com.ar/noticias/2014/01/descubrimiento-de-vibraciones-cuanticas-en-microtubulos-dentro-de-las-neuronas-respalda-controvertida-teoria-de-la-conciencia/

55- https://slideplayer.es/slide/5644612/

56- https://es.wikipedia.org/wiki/FtsZ